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全部回答5
K
Kevin2699
2026-08-31
自制去外泌体血清可以用超速离心：普通FBS先0.22μm过滤去除大颗粒，再100,000g、4℃离心16-18小时，轻轻取上清，不要搅动管底沉淀，最后再过滤除菌。一次处理量受转子和管容量限制，比较耗时，而且要严格无菌操作。自制未必能完全去除全部牛源外泌体，建议用NTA和Western检测CD63、CD9、TSG101的背景，验证去除效率。有超离条件的话，这个方案能省不少钱。
D
David8497
2026-09-19
预算有限可以先试‘短时间饥饿+低血清条件’或商品化无血清培养基。有些肿瘤细胞在1-2% FBS下能维持外泌体分泌，背景也比10%血清低；也可以找国产去外泌体血清或代理商小包装试用，价格可能比进口便宜。关键是用NTA、BCA和标志物做方法学验证，证明提取到的颗粒主要来自你的细胞，而不是培养基背景。验证通过后再上正式实验。
V
ViviElisa7400
2026-09-21
无论选哪种方法，实验设计要加空白对照：同样体积的含血清培养基不加细胞，在同样培养条件和超离流程下提取，测颗粒数/蛋白量作为背景。这样能评估血清背景的贡献。建议固定同一批次血清和提取方法，不要中途更换，否则数据漂移。如果不用去外泌体FBS，写文章时审稿人可能会问，你需要把去除方法和验证数据写清楚。综合看，自己超离或买国产替代是预算有限时比较现实的路。
杨
杨采购2233
2026-08-31
无血清饥饿是常用替代，但会对细胞造成应激，可能诱导凋亡或自噬，改变外泌体产量和内容物，甚至混入凋亡小体。建议先测不同饥饿时间，比如12、24、48小时，收集前检测细胞活率，尽量保持在85%以上；换无血清前用PBS轻轻洗2-3次，减少血清残留。不同肿瘤细胞耐受差异很大，有的细胞饥饿24小时活率就掉很多，需要优化。别直接套用别人protocol。
K
Kevin7915
2026-09-04
严谨做外泌体提取的话，普通FBS确实会带入牛源外泌体，和肿瘤细胞外泌体混在一起，影响粒径、蛋白和RNA分析。如果你只是做WB验证标志物，背景可能还能接受；但要做蛋白组、RNA测序或功能实验，建议换成去外泌体FBS，或至少超离处理普通血清。还要设置无细胞培养基对照，看试剂背景有多少颗粒。不然等数据出来才发现牛源污染，很麻烦。
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